IntroduçãoPor muito tempo negligenciada como entidade clínica, a sinusite vem progressivamente sendo reconhecida como uma causa comum e importante de morbidade. O Departamento de Saúde dos Estados Unidos, em 1981, relatou que mais de 31 milhões de americanos apresentavam sinusite crônica, índice consideravelmente mais alto que artrite (27 milhões) e hipertensão (25.5 milhões). Na Grã-Bretanha, o Departamento de Saúde e Seguro Social estimou que meio milhão de abstenções ao trabalho/ ano são devidas à sinusite (45).
A freqüente associação da patologia nasal e paranasal com a asma brônquica foi pela primeira vez apreciada no século XVII por Galeno ( 4,46 ). Permaneceu sem investigações posteriores até 1932, quando foi novamente discutida através dos trabalhos Gotllieb(18) e Bullen(5). Estudos recentes demonstram uma melhora significativa no controle da asma, após adequado tratamento da sinusopatia coexistente(8,9,12,13,15,22-24,27,34-39,44,45). No entanto, ainda existem contradições(53).
Fisiopatologia da SinusiteSinusite é uma inflamação da membrana mucosa paranasal resultante de processos infecciosos virais ou bacterianos, trauma químico ou físico bem como reação alérgica. Este processo inflamatório pode ser agudo, crônico ou subagudo envolvendo um ou mais seios paranasais(27).
Os seios paranasais são em número de quatro: Maxilar, frontal, etmoidal e esfenoidal. Os seios maxilares e etmoidais estão presentes no nascimento, enquanto os esfenoidais e frontais surgem em torno do 2° ou 3° anos de vida (14). O óstio do seio maxilar abre no meato nasal médio, estando situado no quadrante superior da cavidade paranasal, o que contribui para o acúmulo de secreções durante a inflamação. Ainda para o meato nasal médio drenam o seio frontal e as células etmodas anteriores e mediais. As células etmoidais superiores drenam para o meato nasal superior e o seio esfenoidal drena para o recesso esfenoetmoidal acima do corneto superior (14,20).
A proteção dos seios paranasais é em grande parte realizada pelo mecanismo mucociliar, cujo batimento se efetua em direção ao óstio natural. Quando este mecanismo se torna deficiente ocorre acúmulo de muco e predisposição à infecção. Durante o processo inflamatório há aumento na produção de muco, progressiva diminuição na atividade ciliar, edema e obstrução do óstio paranasal, sendo este último o fator mais importante no desenvolvimento da patologia(6). Estudo em pessoas normais demonstrou uma relação inversa entre o diâmetro funcional do óstio do seio maxilar e o tempo necessário para esvaziamento do material de contraste (¹). O diâmetro e permeabilidade do óstio é também fator determinante nas trocas gasosas entre o meio ambiente e os seios paranasais. As cavidades paranasais trocam o conteúdo gasoso duas vezes mais rápido durante a respiração nasal do que a oral. Durante a respiração nasal normal com um óstio permeável 90% do ar dos seios é trocado em 5 minutos (44). As modificações mais profundas na tensão de oxigênio ocorrem quando a oclusão do óstio acompanhada de infecção. A pressão, normal de O² é de 115 mm-Hg, decresce para 75 mm-Hg na vigência de infecção e pode ser reduzida a zero em infecções crônicas, com marcada elevação de CO², o que favorece o crescimento anaeróbico (6). Estudos "in vitro" demonstram que o pneumococo é inibido quando exposto ao ar e que baixas concentrações de O² prejudicam a função granulocítica, favorecendo o crescimento bacteriano(27). A baixa concentração de oxigênio no sangue e a presença de infecção sinusal também comprometem o movimento ciliar. Após a remissão da infecção a atividade ciliar retorna ao normal, exceto em casos de infecção recorrente ou empiema em que o epitélio ciliar sofre metaplasia escamosa (14).
Diversas e recentes evidências imunológicas apontam para a importância das imunoglobulinas na fisiopatologia da sinusite. A presença de anticorpos IgE tem sido observada na mucosa de pacientes com rinite alérgica (29) (ver t-RAST em diagnóstico). A deficiência em uma ou mais de uma subclasse de imunoglobulina G (IgG) tem sido associada com função pulmonar anormal assim como sinusopatias, tanto em crianças como em adultos(3,11,17). Os isótopos da IgG (IgG¹, IgG², IgG³ e IgG4) são baseados em pequenas diferenças na cadeia pesada polipeptídica (³¹). A concentração no soro normal se distribui da seguinte forma:, IgG¹ = 280-330 mg/dl (60-70%); 1gG² = 40-240 mg/dl (14-20%); IgG³ = 6-130 mg/dl (4-8%), IgG4 = 3-120 mg/dl (2-6%) (43). As deficiências nas sub-classes da IgG estão relacionadas com diferentes patologias (33). No caso específico de sinusopatias e asma predomina a deficiência de IgG² ou IgG4 ou ambas. Esta deficiência foi também observada em outras doenças atópicas estando em certos casos associada a aumento IgE (32,41 ,49,50).
Diagnóstico da Sinusite
As principais manifestações clínicas da sinusite aguda incluem dor e sensação de pressão superpostas a região de comprometimento sinusal, obstrução nasal e drenagem anterior posterior ao exame otorrinolaringológico. O exame radiológico é o mais importante meio diagnóstico. As anormalidades variam desde espessamento da mucosa, opacificação total das cavidades e nível líquido. Todavia, crianças com menos de 3 anos não têm, ainda, os seios paranasais totalmente desenvolvidos, prejudicando o exame radiológico(2,25,39,40,42,48). Um aspirado de líquido maxilar superior a 1000 mm³ é usualmente associado com infecção ativa (²). Cultura de material proveniente da nasofaringe não auxiliam, pois tem sido demonstrado discrepância entre os organismos que crescem "in vitro" e aqueles responsáveis pela sinusite(²). Os agentes bacterianos mais freqüentemente associados a sinusite aguda tanto em adultos como em crianças são o Haemophilus influenzae e o Pneumococcus (14).
Na etiologia alérgica, a contagem sérica de IgE acima de 1000 U/ml pressupõe presença de doença atópica, porém uma contagem normal não exclui esta possibilidade, sendo aconselhado o uso de testes RIE. O "radioallergosorbent test" (RAST) é uma técnica "in vitro" usada para a ,detecção de anticorpos IgE no soro. Todavia, uma importante desvantagem do RAST é que não localiza anticorpos na mucosa nasal, falhando no diagnóstico de "alergia localizada". Um novo método, chamado "tissue-radioallergosorbent test" (t-RAST) está sendo testado. A vantagem do t-RAST é a detecção de anticorpos específicos IgE na mucosa nasal em uma amostra de tecido (11,21,26,28,30).
Testes cutâneos para hipersensibilidade representam uma simples e eficiente técnica no diagnóstico etiológico dos processos alérgicos, consistindo na introdução direta de um antígeno intradérmico com leitura subseqüente da reação obtida (17). Mais recentemente, testes "in vitro" com maior sensibilidade vêm sendo introduzidos. Em pacientes com sinusite purulenta crônica supostamente mantida por microorganismos que colonizam o trato respiratório superior (Haemophilus influenzae, Candida albicans e Streptococcus) os testes "in vitro" têm sido muito úteis na identificação da deficiência imunológica mediada por linfócito T contra microorganismos comensais. Estes testes incluem a resposta blastogênica ("lymphocyte transformation test - LTT") que mede a incorporação de ³H- timidina pelo linfócito e o "migration inhibition factor-MIF" que mede a produção de linfocimas. Embora existam discrepâncias entre o LTT e os testes cutâneos, o MIF guarda 90% de correlação com os testes cutâneos, representando um método útil e prático na identificação de deficiências imunológicas mediadas por linfócitos T(52).
Fisiopatologia da Asma
A identificação progressiva dos mediadores químicos; bem como o esclarecimento dos mecanismos imunológicos e bioquímicos responsáveis pelo processo asmático têm facilitado a compreensão e o tratamento desta patologia (22,26). As etapas envolvidas na fisiopatologia da asma (extrínseca ou intrínseca) são sumariamente relembradas abaixo e estão representadas na figura 1:
1. Sensibilização atópica.
2. Produção de anticorpos citotrópicos (IgE) pelo linfócito B.
3. Reação atópica. Ligação de IgE aos receptores Fc na membrana do mastócito. Combinação do antígeno divalente (alérgeno) com 2 moléculas IgE receptoras, o que desencadeia o conjunto de reações enzimáticas que culminam com a exocitose dos grânulos metacromáticos presentes no mastócito.
4. Sistema modulador guanilciclase, intensificando a liberação de mediadores químicos.
5. Sistema modulador adenilciclase, inibindo a liberação de mediadores químicos.
6. Exocitose dos grânulos metacromáticos. Liberação dos mediadores primários da anafilaxia e resposta brônquica imediata (minutos).
7. Infiltrado inflamatório e reação tardia (horas).
8. Asma intrínseca. O estímulo de receptores subepiteliais é conduzido por fibras parassimpáticas aferentes. O arco reflexo é completado por fibras parassimpáticas eferentes que inervam a musculatura lisa brônquica, causando broncoespasmo.
9. Estímulo da adenilciclase pela histamina (receptor H²) e prostaglandinas E (E¹ e E²) promovendo feed-back negativo.
10 . Presença de receptor beta-adrenérgico estimulando o sistema modulador da adenilciclase Possível bloqueio parcial beta, adrenérgico na asma.
Relação Sinusite - Asma
Vários mecanismos têm sido postulados para explicar a relação sinusite - asma :
1. Drenagem de material purulento sinusal para a faringe, com posterior envolvimento de traquéia e brônquios, induzindo bronquite e resultando em asma (44).
2. Aumento do bloqueio parcial beta-adrenérgico pré-existente por processo infeccioso traqueobrônquico (45).
3. Reflexo de broncoespasmo mediado pelo sistema nervoso parassimpático (vago). Receptores nervosos nasais e sinusais fazem parte do nervo trigêmeo. Fibras aferentes colaterais trigeminais entram na formação reticular e através desta vão ao núcleo dorsal do vago. A partir daí, fibras eferentes parassimpáticas vagais vão ao brônquio, causando contração da musculatura lisa (34).
4. Obstrução nasal com conseqüente respiração bucal. Decréscimo da umidificação, purificação e aquecimento do ar inspirado com respectivo aumento da osmolaridade mucosa brônquica, maior captação de alérgenos e poluentes e intensificação na transferência de calor com conseqüente broncoespasmo (27).
5. Toxinas bacterianas decorrentes da infecção sinusal, possivelmente induzindo a liberação de mediadores químicos a partir de mastócitos e basófilos (48).
6. Cerca de 10% dos pacientes asmáticos apresentam a tríade broncoespasmo, pólipos nasais e sensibilidade a aspirina. A aspirina é inibidora da ciclo-oxigenase, desviando a rota metabólica do ácido aracdônico e produzindo leucotrienos. Clinicamente ocorre uma rinite vasomotora, profusa rinorréia, intensa congestão nasal e subseqüente formação de pólipos. Após, ocorre desenvolvimento da asma e sensibilidade à aspirina. Asmáticos sensíveis a aspirina têm uma alta incidência de pólipos nasais. Na verdade, mais de um terço dos pacientes com intolerância a aspirina e asma apresentam pólipos nasais e aproximadamente 90% dos pacientes com pólipos têm sinusite crônica concomitante (12,14,27,44).
Segundo alguns critérios baseados na tentativa de uniformizar, patologias nasais e sinusais podem refletir doenças de toda a mucosa respiratória; assim, sinusite e asma, seriam manifestações de uma mesma doença em diferentes partes do trato respiratório (27).
Considerando a existência de múltiplos trabalhos favoráveis e desfavoráveis à associação sinusite - asma, torna-se oportuno ampliar a realização de estudos clínicos prospectivos randomizados.
AbstractSinusitis is a pathology often related with bronchial asthma. Interest in the association has been renewed during the past decade. Drainage of sinusal mucopurulent material to trachea and bronchi, enhancement of beta-adrenergic blockage and bronchospasm through the parasympathetic nervous system by sinus-bronchial reflex are some of the hypotheses to explain the relationship. The knowledge of the pathophysiology and treatment of sinusitis is important to the Gare of the asthmatic patient. A prospective randomized clinical trial would be useful to better support the relationship.
Bibliografia1. AUST, R., DRETENER, B., HEMMINGSON, A. Elimination of contrast medium from the maxillary sinus. Acta Otolaryngol. 81:468,1976.
2. BERMAN,S. Maxillary sinusitis and bronchial asthma: correlation of roentgenograms, cultures and thermagrams. J.A.llergy Clin. Immunol. 53: 311,1974.
3. BJORKANDER, J., BAKE, B., OXELIUS, V.A. et alii Impaired lung funaion in patients with IgA deficiency and low levels of IgG² or IgG³. N. Eng. J. Med. 313: 720-4, 1985.
4. BLUMGART, H.L. A study of the mechanisms of absorption of substances from the nasopharynx. Arch. Intern. Med. 33: 415, 1924.
5. BULLEN, S.S. Incidence of Ashma in 400 cases of chronic sinusitis. J. Allergy 4: 402, 1932.
6. CARENFELT, C. Bacteriology of maxillary sinusitis in relation to quality of theretained secretion. Acta Otolaryngol. 86: 298, 1978.
7. CLAMAN, H. The biology of the Immune Response. JAMA. 258(20): 2834-2840, 1987.
8. CLARK, W.D., BAILY, B.J. Sinusitis in children. Tex Med 79: 44-47, 1983.
9. CLEYN, K.M., KERSSCHOT, E.A., CLERCH, L.S. et alii. Paranasal sinus pathology in allergic and non-allergic respiratory tract diseases. Allergy 41(5): 313-8, 1986.
10. CLOUTIER, M.M., LOUGHLIN, G.M. Chronic cough in children: a manifestation of airway hyperreactivity. Pediatrics 67: 612,1981.
11. DESHAZO, R., LOPEZ, M., SALVAGGIO, J. Use and interpretation of diagnostic immunologic laboratory tests. JAMA 258(20): 3011-3031, 1987.
12. ENGLISH, G.M. Nasal polypectomy and sinus surgery in patients with asthma and aspirin idiosyncrasy. Laryngoscope 96: April, 1986.
13. FADDEN, E.R. Nasal-sinus-puhnonary reflexes and Ashma. J. Allergy and Clin. Immunol.78:1-3,1986.
14. FISHER, S. NEWMAN, C. Surgical perspectives on allergic airway disease. J. Allergy Clin. Immunol. 81: 361-375, 1988.
15. FRIEDMAN, R., ACKERMAN, M., WALD, E. et alii. Asthma and bacterial sinusitis in children. J. Allergy Clin. Immunol.74: 185-9, 1984.
16. FRIEDMAN, R., ACKERMAN, M., WALD, E. et alii. Improvement of Ashma in IgG subclasses deficient asthmatics. J. Allergy Clin. Immunol. 78:189-93,1985.
17. GHORY, J. Allergy of the Upper Respiratory Tract and Eyes. In Lawlor, G. & Fischer, T. Manual of Allergy and Immulogy. Little, Brown and Company, Boston/Toronto, pp. 96-114, 1988.
18. GOTHLIEB, M.S. Relation of intranasal sinus disease in the production of Ashma. JAMA 85:105,1925.
19. HOLINGER, L.D. Chronic cough in infants and children. Laryngoscope 96 (3): 316-22,1986.
20. INCAUDO, G., GERSHWIN, M.E., NAGY, S.M. The pathophysiology and treatment of sinusitis. Allergol. Immunopathol. 14(5): 423-34, 1986.
21. JOHANSSON, A.K. The radio-allergosorbent test in the in vitro diagnosis of multiple allergy. J. Allergy 48: 132-142, 1971.
22. KALINER, M., EGGLESTON, P., MATHEUS, K. Rhinitis and Asthma. JAMA 258(20): 2851-73,1987.
23. KATZ R. Sinusitis in children with respiratory allergy. J. Allergy Clin. Immunol. 61: 190,1978.
24. KERN, E.B. Sinusitis. J. Allergy Clin. Immunol.73(1):25-31, 1984.
25. KUHN, P. Imaging of paranasal sinusitis - current status. J. Allergy Clin. Immunol. 77: 6-8,1986.
26. LAWLOR, G., TASHKIN, D. Asthma. In Lawlor, G. & Fischer, T. Manual of Allergy and Immunology. Little, Brown and Company. Boston / Toronto, pp. 115-165, 1988.
27. MINOR, M., LOCKEY, r. Sinusitis and Asthma. Southern Med. J. 80 (9): 1141-1145,1987.
28. NAKAI, J., ZUSHI, K., KUROKI, K. et alii. Detection of IgE anti-bodies located in nasal mucosa by
tissue-RAST. Jibinkoka 55: 327-331, 1983.
29. OHASHI, J. NAKAI, Y., KUROKI, K. et alii Topical Immunology of nasal allergy and mucosal IgE antibodies. Arch Oto-Rhino-Laryngol. 241: 169-174, 1985.
30. OHASHI, Y., NAKAI, Y. NAKATA, J. Nasal allergy and nasal polyp with special reference to the mucosal IgE antibodies. Oto-Rhino-Laryngol 48: 233-237, 1986.
31. OXELIUS, V. IgG subclasses leveis in infancy and childhood. Acta Pediatr. Scand. 68:23-27,1979.
32. OXELIUS, V. Immunoglobulin G subclasses and human disease. Am. J. Med. 76: 7-18,1984.
33. PAGE, R., FRIDAY, G., STILLWAGON, P. et alii. Improvement of asthma in IgG subclass deficient asthmatics following IgG replacement therapy. J. AIIergy Clin. Immunol. 79: 88, 1987.
34. PATEL, K. & NEIBURGER, J. Asthma complicated by sinusitis. Kansas Med. 2: 24-27,1987.
35. PHIPATANAL, C.S., SLAVIN, R.G. Bronchial asthma produced by paranasal sinusitis. Arch. Otolaryngol. 100: 109, 1982.
36. RACHELEFSKY, G.S., GOLDRERG, M. KATZ, R.M. et alii. Sinus disease in children with respiratory allergy. J. Allergy Clin. Immunol. 61: 310-316,1978.
37. RACHELEFSKY G.S., KATZ R.M., SIEGEL, S.C. Diseases of paranasal sinuses in children. Curr. Prob. Pediatr. 12: 1-57, 1982.
38. RACHELEFSKY, G.S., KATZ, R.M., SIEGEL, S.C. Chronic sinusitis in children with respiratory allergy: The role of antimicrobials. J. Allergy Clin. Immunol. 69: 382-387, 1982.
39. RACHELEFSKY G.S., KATZ, R.M., SIEGEL, S.C. Chronic sinus disease with associated reactive airway disease in children. Pediatrics. 73: 526, 1984.
40. SACHA, R.F., NORMAND, N.F., JACOBS R.L. Chronic cough, sinusitis and hypereactive airway in children: an often averlooked association. Ann Allergy 54: 195, 1985.
41. SCHUR, P.H., VOREL, H. GELFORD, E.W. et alii. Selective gama-Globulin deficiencies in patients with recurrent pyrogenic infections. N. England J. Med. 283: 631-4, 1970.
42. SCHWARTZ, H., THOMPSON, J., SHER, T. et alii. Occult sinus abnormalities in the asthmatic patient. Arch Intern. Med. 147: 2194-96,1987.
43. SILK, H. & GEHA, R. Asthma, recurrent infections and IgG² deficiency. Ann of AIlergy 60:134-135,1988.
44. SLAVIN, R.G. Relationship of nasal disease and sinusitis to bronchial asthma. Ann. Allergy 49: 676, 1982.
45. SLAVIN, R. CANNON, R. & FRIEDMAN, W. Sinusitis and bronchial asthma. J. Allergy Clin. Immuunol. 78, 250-257, 1980.
46. SLUDER, G. Asthma as a nasal reflex. JAMA 73: 589, 1919.
47. SMITH, T.F., MORRIS, E.C. & BOEN, R.P. IgG subclasses in nonalergic children with chronic chest symptoms. J. Pediatr. 105: 869-900, 1984.
48. SOTOMAYOR, J., SCARPA, N. & KOLSKI, G. Sinusitis and asthma in childhood. Hosp. Practice 4: 129-136, 1986.
49. STEINBERG, A.G., MORELL, A. SLEVARIEL, F. et alii. The effect of Gm(23) on the concentration of IgG4 in normal human serum. J. Immunol. 110: 1642-1645, 1973.
50. UMETSU, D.T., AMBROSINO, D.M., QUINTI, I. et alii. Recurrent sinupulmonary infection and impaired antibody response to bacterial capsular polysaccharide antigen in children with selective IgG subclass deficiency. N. England J. Med. 313: 1247-51,1985.
51. VAN BEUER, H.P., BOSMANS, J. STEVENS, W.J. Nebulization treatment with saline compared to bromhexine in treating chronic sinusitis in asthmatics children. Allergy 42: 33-36,1987.
52. VAN DE PLASSCHE-BOERS, E. DREXHAGE, H.A., KLEINEGELD, M. et alii. Parameters of T cell mediated immunity to commensal micro-organisms in patens with chronic purulent rhinosinusitis: a comparison between delayed type hypersensitivity skin test, lymphocyte transformation test and macrophage migration inhibition factor assay. Clin. Exp. Immunol. 66: 516-524,1986.
53. ZIMMERMAN, B., STRINGER, D., FEANNY, S. et alii. Prevalence of abnormalities found by sinus X-rays in childhood asthma: Lack of relation to severity of asthma. J. Allergy Clin. Immunol. 80: 268-73, 1987.
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* Pellow no Departamento de ENT na Indiana University School of Medicine, Indianapolis, Indiana,
USA.
Indiana University School of Medicine, Indianapolis, IN 46223, USA.